Ugrás a tartalomhoz

Molekuláris biológiai technikák

Wunderlich Lívius (2014)

Typotex Kiadó

8. fejezet - Szekvenciameghatározás

8. fejezet - Szekvenciameghatározás

A fehérjék és a nukleinsavak szekvenciáinak meghatározása a molekuláris biológia legfontosabb feladatai közé tartozik. Egyes peptidek szekvenciájának meghatározására már az 1950-es évek óta van lehetőség, elsősorban a láncvégi aminosavak lehasításának és analízisének segítségével. A legfontosabb, ma is használt módszer Pehr Edman nevéhez köthető. A huszadik század hetvenes éveinek végén nyílt először lehetőség arra, hogy a DNS bázissorrendjét meghatározzuk. Három, egymástól különböző technikán alapuló módszert fejlesztettek ki: a Sanger és Coulson nevével fémjelzett +/- szekvenálás módszerét, a Maxam- és Gilbert-féle kémiai hasítás elvén működő módszert és a Sanger-féle láncterminációs módszert. Egyszerűsége miatt csak ez utóbbi terjedt el, a klasszikus szekvenálási technikák közül csak ezt használják manapság.

8.1. DNS-szekvenálás

8.1.1. A Sanger-féle lánctermináción alapuló DNS-szekvenálás

A Sanger-féle szekvenálás során tulajdonképpen egy polimerizációs reakció zajlik. Az ismeretlen DNS-szekvencia komplementer szálának egy ismert szekvenciájú részéhez primert tervezünk, majd egy lehetőleg nagy processzivitású polimeráz segítségével elkezdjük átírni a másik szálat. A körülmények a szokásosak: puffer, Mg2+-ionok, dNTP-k szükségesek a reakcióhoz. A reakció 4 párhuzamos csőben zajlik, mindegyik csőbe más-más dideoxi-nukleotidot kell tenni, kis mennyiségben. A 2,3-dideoxi-nukleotidokban a dezoxiribóz harmadik szénatomján sincs hidroxilcsoport, ezért nem képes hozzákapcsolódni a következő nukleotid 5’ foszfátja (8-1. ábra). A dideoxi-nukleotidok megjelenése a láncban tehát terminálja a további polimerizációt, az új lánc nem nő tovább. Mivel csak kevés dideoxi-nukleotid (ddATP, ddCTP, ddGTP vagy ddTTP) kerül egy adott csőbe, a termináció ritka, és véletlenszerű esemény. Keletkeznek olyan szálak, amelyekbe már korán beépül a dideoxi-nukleotid, ezért rövidek maradnak, és keletkeznek olyanok is, amelyekbe sokáig egy darab dideoxi-nukleotid sem épül be, ezért ezek hosszúak lesznek. Ha a négy párhuzamos mintát a reakciót követően gélen megfuttatjuk, a keletkezett szálak nagyság szerint elválnak egymástól. Mivel tudjuk, hogy melyik zsebbe melyik dideoxi-nukleotidot tartalmazó mintát tettük, a gél aljától (rövidebb szálak) indulva, visszafelé haladva leolvashatjuk a DNS szekvenciáját (8-2. ábra).



Mivel az adott hosszúságú szekvenciák mennyisége külön-külön igen alacsony, a szokásos vizualizálási technikákkal (például EtBr) nem látszanának a gélben, ezért a keletkezett DNS-t valamivel meg kell jelölni. Ez vagy radioaktív, vagy fluoreszcens módon történik. Jelölhető az 5’ vég pl. radioaktív foszfáttal, vagy használhatunk előre megjelölt radioaktív vagy fluoreszcens primereket. Jelölhető radioaktívan az egyik dezoxi-nukleotid is az α-foszfátján; a keletkező polinukleotid-láncba beépülve azt is radioaktívvá teszi. (Ilyenkor elég az adott dezoxi-nukleotidnak csak egy kisebb részét jelölni, jó eséllyel a keletkezett láncok többsége így is tartalmaz majd radioaktív jelölést.) Lehet a láncterminációs dideoxi-nukleotidokat is jelölni, akár radioaktívan, akár fluoreszcensen.

Klasszikusan a szekvenálást radioaktív jelöléssel végezték. Ez a technika manapság egyre inkább kiszorul a rutin szekvenálási technikák közül. A szekvenálás kezdetén a templát DNS-t egyszálúsítani kell. Ezt többnyire úgy oldják meg, hogy a DNS-t felmelegítik 95 °C-ra. 5-10 perc alatt a DNS teljesen denaturálódik (egyszálú DNS-t kapunk), majd jégre téve a mintát, hirtelen lehűtik. A gyorsan lehűtött DNS nem tudja olyan gyorsan megtalálni a komplementer szekvenciáját, ezért aspecifikusan, random módon fog kötődni a lehető legközelebbi, gyakran a saját láncán belüli, részben komplementer szakaszokhoz. Ilyenkor egy részben egyszálú hurkokat tartalmazó gubancot alkot, az egyszálú szakaszokhoz képesek más komplementer oligonukleotidok kötődni. Az ilyen gubancot hívjuk egyszálú DNS-nek (holott ez nem teljesen fedi a valóságot). Az egyszálú templát-DNS-hez hozzá kell mérni a primert, majd az egészet 65 °C-ra melegíteni 2 percig. A mintát ezután hagyjuk lassan kihűlni, a primerek betapadnak a komplementer helyekre. Az így előkészített DNS-hez hozzámérjük a reakciómixet: puffer, ionok, módosított T7 polimeráz, dNTP-k (részben jelölt), adott ddNTP. A reakció szobahőmérsékleten zajlik, adott ideig (általában 5 perc), majd reakciót formamidos pufferrel leállítjuk (a formamid tönkreteszi a fehérjéket, pl. a szekvenázt).

Ha genomi DNS-t szekvenálunk, érdemes a szekvenálandó szekvenciát PCR-rel felszaporítani. Ennek több előnye is van. Egyrészt felerősíthetjük a szekvenálás során kapott jelet, másrészt alternatív nukleotidok beépítésével gyengíteni tudjuk az egyszálúsított templát-DNS-en belül kialakuló, a szekvenálás hatékonyságát akadályozó másodlagos szerkezetek kialakulását (a GC-gazdag szakaszok hajlamosak összetapadni, hajtűt képezni). Ha a PCR-reakció folyamán dGTP helyett 7-deazaGTP-t vagy dITP-t (dezoxi-inozin-trifoszfát) használunk, a szekvenálás során a templátszálon belül kialakuló másodlagos szerkezetek gyengébbek lesznek, könnyen átjut rajtuk a polimeráz (8-3. ábra). A reakció érzékenységét hőstabil polimeráz használatával is növelhetjük, ami magasabb hőmérsékleten történő polimerizációt, ezáltal a templát-DNS másodlagos szerkezetének fellazulását teszi lehetővé. Ráadásul ezt kombinálhatjuk egy speciális PCR-reakcióval. Ilyenkor a szokásos szekvenálási reakcióban használtnál jóval több primert és nukleotidot használunk, és a PCR-hez hasonlóan több fűtési-hűtési ciklusban írjuk át a templát-DNS-t (lineáris PCR). Az ismétlődő átírások megsokszorozzák a keletkezett termékek számát, így kevés templát-DNS-ről is sok termék keletkezhet, ami nagyobb jelintenzitáshoz vezethet.


Klasszikusan a minták futtatása szekvenáló gélen zajlik, mely némileg különbözik az eddig ismertetett poliakrilamid géltől. A 4–10% poliakrilamid/biszakrilamid keveréket, TBE puffert 7M ureát tartalmazó gélt keverés után szűrni kell (hogy a legapróbb szennyeződéseket is eltávolítsuk), majd vákuummal lassú keverés mellett ki kell szívatni belőle az oldott gázok nagy részét (hogy az öntés során ne képezzenek buborékokat). A belső felületükön szilánnal (CH3-SiCl2-CH3) előkezelt üveglapok igen közel, mindössze 0,2–0,5 mm-re helyezkednek el egymástól, közéjük öntjük a katalizátorokkal (APS, TEMED) kiegészített gélt. A levegőbuborékok elkerülése végett öntés során érdemes a felszerelt üveglapokat kissé ferdén megdönteni. A gélt nem töltjük csurig. Öntés után a gél tetején az üveglapok közé szorítjuk fésű sima részét, hogy megfelelő vastagságú gél szilárduljon meg a tetején is. A gél megszilárdulása után az ún. cápafog fésűt megfordítjuk, a fogakat picit beleszúrva illesztjük a gél felszínére. A leendő mintáknak így piciny trapéz alakú zsebek keletkeznek. A gélt minták nélkül körülbelül 45 percig 2000-3000 voltos feszültségen elő kell futtatni, hogy megfelelő hőmérsékletű (45-50 °C), majd a zsebek gondos kimosása és a minták (5 μl/zseb) betöltése után kezdhetjük az elektroforézist. A gél egyik felét üresen szokták hagyni; körülbelül 15 perc futtatás után töltik bele ugyanazokat a mintákat, mint az elején. A második mintákat addig futtatják, amíg a brómfenolkék ki nem fut a gélből. Ezen a módon deríthetik ki ugyanazon DNS-darabnak a primerhez távoli és a primerekhez közeli szekvenciáját, összesen 200-300 nukleotid hosszúságban. Futtatás és az egyik üveglap óvatos eltávolítása után a gélt 10% metanolt és 10% ecetsavat tartalmazó oldatban fixáljuk, majd vastag szűrőpapírra visszük át. Műanyag fóliával lefedjük, és vákuum alatt kiszárítjuk. A kiszárított gélre röntgenfilmet helyezünk, és 14–24 óra hosszat röntgenkazettában exponáljuk -80 °C-on, majd előhívjuk (8-4. ábra).

8.4. ábra -


Manapság az esetek többségében már külön arra specializálódott laborok végzik a szekvenálást, mégpedig automatizált módon. A jelölés minden esetben fluoreszcens módon történik, vagy a primereket, vagy a dideoxi-nukleotidot jelölik fluoreszcens festékkel. Utóbbi esetben megvalósítható az, hogy a négy különböző dideoxi-nukleotidhoz négy különböző, ugyanazzal a fénnyel gerjeszthető, de különböző hullámhosszúságú fényt emittáló festéket kapcsolunk. Ilyenkor a szekvenálási reakció négy helyett egyetlen reakciócsőben is végrehajtható (8-5. ábra). A reakcióhoz azonban olyan, genetikailag módosított szekvenáz enzimet kell használni, mely a fluorszcensen jelölt, az eredetitől erősen eltérő szerkezetű dideoxi-nukleotidot is szubsztrátként ismeri fel. Az automata szekvenátorok gyakran 96- vagy 384-lyukú plate-tel dolgoznak, ennyi mintát képesek szekvenálni egyszerre. A mintákat újabban már nem szekvenáló gélen, hanem kapilláris gélelektroforézis segítségével választják el, és fluoreszcens detektorral analizálják. A nagyság szerint elválasztott szakaszokat a detektor az emittált fény hullámhossza szerint azonosítja (8-6. ábra).



8.1.2. Új generációs szekvenálás

A legutóbbi időkben új, ún. „új generációs” DNS-szekvenálási technikák fejlődtek ki. Különböző biotechnológiai cégek különböző módszereket fejlesztettek ki a DNS gyors szekvenálására. Mindegyik technológia nagyságrendekkel növeli meg a szekvenálás sebességét, a fent ismertetett Sanger-féle módszerhez képest. Ez igen jelentős időbeli megtakarítást jelenthet: míg a Human Genom Project során közel két évtized és számos laboratórium kooperációja volt szükséges a teljes emberi genom feltérképezéséhez, a legújabb technológiák segítségével ma már elegendő néhány nap és egyetlen készülék ahhoz, hogy egy élőlény teljes genetikai állományát megszekvenálhassuk. Mivel még nem kristályosodott ki, hogy a sokféle módszer közül melyik lesz a „jövő technológiája”, ezeket részleteikben nem ismertetnénk. Annyit azonban érdemes megjegyeznünk, hogy szinte mindegyik technika során valamilyen PCR-reakció erősíti ki a szekvenálni kívánt DNS-szakaszokat, és a kapott információk alapján egy nagy teljesítményű számítógép illeszti össze teljes genommá a szekvenciatöredékeket.